从蘑菇中苦味化合物的味觉引导分离及人味觉受体的激活

Taste-Guided Isolation of Bitter Compounds from the Mushroom Amaropostia stiptica Activates a Subset of Human Bitter Taste Receptors

从苦味感知出发，用于指导从蘑菇 Amaropostia stiptica 中分离苦味化合物，这些化合物可以激活一部分人苦味味觉受体。

苦味感知可以提醒人们避免摄入潜在的有毒化合物。然而，目前关于天然苦味物质及其激活人苦味味觉受体 (TAS2Rs) 的知识主要集中在开花植物来源的物质上，而其他来源则代表性不足。虽然许多蘑菇尝起来很苦，但相应的物质和受体尚未被探索。从 Amaropostia stiptica 中分离出了三种以前未描述的三萜糖苷，命名为 oligoporins D–F，以及已知的 oligoporins A 和 B。使用光谱分析确定了 oligoporins D–F 的结构。分离出的 oligoporins 和来自 Cortinarius infractus 的苦味吲哚生物碱 infractopicrin 对所有 TAS2Rs 进行了功能筛选。对于所有化合物，都鉴定出至少一个有反应的受体。Oligoporin D 已经在亚微摩尔浓度下激活了 TAS2R46，因此属于最有效的苦味激动剂家族。将蘑菇化合物添加到同源 TAS2R 激活剂列表中，可以减少现有关于苦味激动剂的知识偏差。

1. 引言

人类苦味味觉感知被认为对于识别和调节食物来源中药理活性分子的摄入非常重要。因此，对苦味食物的厌恶是天生的，并且已根植于排斥反射中；尽管在生命后期，可以容忍适度的苦味，有时甚至可能对某些苦味食物产生偏好。由于苦味与毒性并不密切相关，并且一些苦味食物甚至可能发挥有益的健康作用，因此这种行为改变相当普遍。

口腔中负责检测味觉物质的结构是味蕾，它由大约 100 个细胞组成，包括专门用于检测五种基本味觉品质之一的味觉受体细胞：咸味、酸味、甜味、鲜味和苦味。高度异质的苦味味觉受体细胞群平均表达约 4 到 11 个 ~25 种味觉 2 受体基因 (TAS2Rs)。可以根据其对受体的宽泛、中等和狭窄的调谐以及检测不同化学类别的苦味化合物的受体对各个 TAS2R 进行分类。

现有苦味化合物的数量未知，但肯定远远超过 bitterDB 数据库中目前发现的约 1000 种化合物。除了许多合成苦味化合物外，还已知大量天然苦味化合物。绝大多数同源天然苦味化合物代表开花植物的代谢物，并且仅鉴定出少数细菌或动物来源的苦味化合物。此外，开花植物代表了一个相对较年轻的植物群，仅在大约 2 亿年前出现，因此在脊椎动物 TAS2R 进化的大部分时间里并未出现，该进化大约在 5 亿年前从软骨鱼类开始。因此，我们目前对苦味化学空间的了解不仅偏向于开花植物代谢物和现代合成化合物，而且还偏向于进化“现代”苦味化合物。为了填补关于来自其他和进化上更古老的生物体的苦味化合物的知识空白，我们试图研究来自真菌界的苦味化合物，这是一组目前研究不足的苦味合成生物体。

包括最常食用的蘑菇在内的真菌对人类和其他动物的营养做出了相当大的贡献。因此，毫不奇怪的是，一些蘑菇会合成强效的苦味物质以防止其被食用。与整个苦味物质组观察到的情况类似，蘑菇的苦味与其毒性并不密切相关。事实上，一些最苦的蘑菇，例如苦牛肝菌 (Tylopilus felleus)，没有毒性，而致命的死亡帽 (Amanita phalloides) 的味道被描述为令人愉快和坚果味。

为了鉴定苦味化合物及其对人苦味味觉受体的活性，我们分析了苦味托架 Amaropostia stiptica (Pers.) B.K. Cui, L.L. Shen, 和 Y.C. Dai 的提取物（同义词：Oligoporus stipticus (Pers.) Gilb. & Ryvarden; Postia stiptica (Pers.) Jülich; Spongiporus stipticus (Pers.) A. David; Tyromyces stipticus (Pers.) Kotl. & Pouzar）。尽管显然没有已知的毒性，但苦味托架并不被认为是可食用的。除了过去由 Lee 及其同事从 Oligoporus tephroleucus（同义词：Spongiporus tephroleucus (Fr.) A. David; Tyromyces tephroleucus (Fr.) Donk）中发现的已知 oligoporin A (1) 和 oligoporin B (2)，如今被命名为 Postia tephroleuca (Fr.)，我们能够分离并阐明来自 A. stiptica 的三种新的三萜糖苷的结构，因此命名为 oligoporin D–F (3 –5)。在体外筛选分离的化合物 1 –5 在 26 个人 TAS2R 上的受体激活曲线。此外，先前从伞菌类蘑菇 Cortinarius infractus 分离出的苦味吲哚生物碱 infactopicrin (6) 也被纳入了我们的受体研究中。

2. 材料与方法

2.1. 真菌材料

Amaropostia stiptica (Pers.) B.K. Cui, L.L. Shen & Y.C. Dai 是在 2020 年 10 月从德国巴伐利亚州 Umbertshausen 附近的 Dürnbucher Forst 中的 Picea abies L. 的枯木上采集的（leg./det. N. Arnold）。凭证标本 (coll 6/2020) 存放在德国哈雷的 Leibniz 植物生物化学研究所。

2.2. 通用实验程序

柱色谱法在硅胶 60 (0.063–0.200 mm, Merck, Germany) 和 Sephadex LH20 (Fluka, Germany) 上进行，而分析 TLC 在预涂硅胶 F254 铝片 (Merck, Germany) 上进行。核磁共振谱图记录在 Agilent DD2 400 NMR 系统（Agilent, CA, USA）（工作频率为 399.82 MHz (1H) 和 100.54 MHz (13C)）或 Varian VNMRS 600 系统（Varian, CA, USA）（工作频率为 599.82 MHz (1H) 和 150.84 MHz (13C)）上。使用在 Varian VNMRJ 4.2 光谱仪软件中实现的标准 CHEMPACK 8.2 脉冲序列测量 2D NMR 谱图。化学位移以 δ 值 (ppm) 表示，并以四甲基硅烷 (TMS) 作为内标进行参考。

负离子高分辨率 ESI 质谱图是从配备 HESI 电喷雾离子源（负喷雾电压为 4 kV，毛细管温度为 300 °C，源加热器温度为 45 °C，FTMS 分辨率为 60.000）的 Orbitrap Elite 质谱仪（Thermo Fisher Scientific, Germany）获得的。氮气用作鞘气。样品溶液通过自动进样器（进样量为 5 μL）注入，无需色谱分离。样品溶液通过 500 μL Hamilton 注射器泵以 5 μL/min 的流速连续引入。该仪器通过来自 Thermo Fisher Scientific, USA 的 Pierce ESI 负离子校准溶液（产品编号 88324）进行外部校准。数据由 Xcalibur 软件 2.2 SP1 评估。

半制备型 HPLC 在 Shimadzu prominence 系统（Shimadzu Deutschland GmbH, Germany）上进行，该系统由 CBM-20A 通信总线模块、SPD-M20A 二极管阵列检测器、FRC-10A 馏分收集器、DGU-20A5R 脱气装置、LC-20AT 液相色谱仪和 SIL-20A HT 自动进样器组成，使用 ODS-A 柱（5 μm，120 Å，150 × 10 mm ID，YMC Europe, Germany）并使用 H2O (A) + 0.1% 三氟乙酸和甲醇 + 0.1% 三氟乙酸 (B) 作为洗脱剂。

2.3. 化合物 1–5 的分离

使用搅拌机将深度冷冻的 A. stiptica 子实体压碎，然后在超声波浴中用 80% 的甲醇水溶液 (3 × 0.5 L) 提取 3 × 15 分钟，在室温下进行。将略带黄色的溶液合并，并在 in vacuo 中蒸发至干燥。将得到的粗提物 (5.0 g) 重新溶解在水中，并相继用乙酸乙酯进行分配。将得到的水和乙酸乙酯粗相蒸发至干燥，并溶解在纯乙醇（≥99.5%）中，最初通过将一滴滴到人舌头上来测试其苦味特性。没有对更大的小组进行感官测试。将识别出的具有苦味的乙酸乙酯提取物 (3.1 g) 在硅胶柱 (3 × 80 cm) 上进行处理，使用氯仿 → 甲醇（80:20 → 0:100, v/v）作为溶剂，获得 26 个馏分（A1–A26，每个 100 mL）。测试所有馏分的苦味，并根据其 TLC 图谱将苦味馏分合并。馏分 A14 得到化合物 1 (107 mg)。馏分 A15 最终通过半制备型 HPLC（4.7 mL/min；4–12 分钟，85–87% B）纯化，得到化合物 2 (t R = 5.3 分钟，5 mg)。馏分 A18 (1.4 g) 在硅胶上（3 × 81 cm）进一步纯化，并用氯仿-甲醇 (6:1, v/v) 等度洗脱，得到 15 个馏分，A18-B1 – A18-B15，每个 100 mL。馏分 A18-B8 产生化合物 3 (23 mg)。将馏分 A18-B6 (0.8 g) 在 Sephadex LH20 (75 × 3 cm) 上进行尺寸排阻色谱法进一步纯化，使用甲醇作为洗脱剂，得到四个馏分，A18 – B6-C1 – A18 – B6-C4。馏分 A18–B6-C2 最终通过半制备型 HPLC（4.7 mL/min；2–6 分钟，83–87% B（3 分钟））纯化，得到化合物 4 (t R = 7.5 分钟，2 mg)。同样，馏分 A18–B6-C3 通过半制备型 HPLC（4.7 mL/min；2–5 分钟，60–70% B，5–6 分钟，70–75% B（5 分钟））纯化，得到化合物 5 (t R = 9.2 分钟，5 mg)。

2.4. 功能筛选

功能筛选实验如先前发表的那样进行。简而言之，将 HEK 293T-Gα16gust44 细胞铺在聚-d-赖氨酸 (10 μg/mL) 涂层的 96 孔板上，在常规条件下（DMEM，10% FCS，1% 青霉素/链霉素，1% 谷氨酰胺；37 °C，5% CO2，95% 湿度）培养，并使用 Lipofectamine 2000（Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany）短暂转染编码 26 个人 TAS2R 的 cDNA 构建体和空载体（模拟）作为阴性对照。随后，20 小时后，在丙磺舒（2.5 mM，Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）存在下，将细胞加载钙敏感染料（Fluo4-AM，Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany）1 小时，用 C1 缓冲液（130 mM NaCl，5 mM KCl，2 mM CaCl2，10 mM 葡萄糖，10 mM HEPES；pH 7.4）洗涤，并放置在荧光成像板读取器（FLIPRTETRA，Molecular Devices, San Jose, USA）中。对于测定，将测试化合物的储备溶液在 C1 缓冲液中稀释，并以 3 和 30 μM 的终浓度应用于细胞。TAS2R14 使用Aristolochic acid（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany），TAS2R10 使用 Strychnine（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany），TAS2R46 用作筛选实验的阳性对照。此外，通过第二次应用 somatostatin 14（100 nM，Bachem, Bubendorf, Switzerland）来控制细胞活力。记录荧光的变化（510 nm 激发和 488 nm 发射）。

2.5. 剂量-反应关系的记录和计算

为了建立剂量-反应关系，将细胞转染在筛选中鉴定出的 TAS2R 的 cDNA 以及空载体，并用 C1 缓冲液中增加浓度的化合物刺激（终浓度 0.01–30 μM）。从每个进行两次的三个独立实验中收集数据。从受体表达细胞中减去模拟转染细胞的荧光变化后，将得到的信号（Δ F /F）归一化为背景荧光。为了生成剂量-反应曲线，将信号幅度与测试化合物的对数浓度作图。使用方程 y = (max – min)/[1 + (x /EC50) – Hillslope] + min 通过非线性回归确定半最大有效浓度（EC50 浓度），其中 x 是物质浓度。计算和绘图在 SigmaPlot 14.0 版中完成。

2.6. 分子建模

化合物 3 的 2D 配体结构是使用 2D Sketcher 构建的 (Schrödinger Release 2023–2: Maestro, Schrödinger, LLC, New York, NY, 2023)。TAS2R46 的受体结构 (PDB ID: 7XP6) 是从蛋白质数据库 (PDB) 下载的，并使用 Maestro 中提供的蛋白质制备工作流程进行制备 (Schrödinger Release 2023–2: Maestro, Schrödinger, LLC, New York, NY, 2023)。使用“受体网格生成”工具制备受体结合位点；网格框是 strychnine 坐标的质心，从 TAS2R46 实验结构中的坐标检索。我们使用 Glide SP (Schrödinger Release 2023–2: Glide, Schrödinger, LLC, New York, NY, 2023) 对 TAS2R46 中化合物 3 的最大可能结合姿势数进行采样。然后，我们使用构象异构体聚类工具对所有预测的结合姿势进行聚类 (Schrödinger Release 2023–2: Schrödinger, LLC, New York, NY, 2023)。得分最低的对接姿势通过 Prime (Schrödinger Release 2023–2: Prime, Schrödinger, LLC, New York, NY, 2023) 进行了蛋白质-配体精修。

3. 结果

3.1. 化合物 1–5 的分离和鉴定

在硅胶和 Sephadex LH20 上重复柱色谱分离具有苦味的乙酸乙酯粗提物，并结合半制备型 HPLC 后，分离出化合物 1 –5（图 1）。

图 1

图 1. 已知的 oligoporins A (1), B (2), C (7), 和 infractopicrin (6) 以及新分离的具有苦味的 oligoporins D–F (3 –5) 的结构。

苦味化合物 1 相应地，在我们的初步测试中，作为淡黄色无定形固体分离。从 [M – H]− 离子在 m /z 629.3712 处的负离子高分辨率 MS 研究以及 1D 和 2D NMR 实验（图 S2–S5）中，1 被鉴定为 oligoporin A。所有光谱数据与已发表的数据一致。

在我们最初的初步测试中，苦味化合物 2 被纯化为淡黄色固体，并具有分子式 C36H54O9，如从 HRESIMS 数据 (m /z 631.3852 [M – H]−) 推导出的那样。2 的质谱数据以及 1D 和 2D NMR 数据（图 S6–S9）与 oligoporin B 的那些数据一致。

在我们第一次测试中尝起来有苦味的化合物 3 作为无色固体分离。基于去质子化分子（[M – H]− 在 m /z 631.3854 处（计算值 C36H55O9–，631.3852），对应于九个不饱和度（图 S10））的 HRESIMS 数据，确定其分子式为 C36H56O9。3 的结构是基于详细的 NMR 分析进一步确定的（表 1；图 S11–S16）。13C 谱与 HSQC 谱相结合揭示了 36 个碳共振的存在，包括七个甲基（δC 17.3–26.6 ppm）、十个亚甲基（δC 20.7–63.6 ppm）、九个 sp3 甲川（δC 37.8–79.5 ppm）、一个 sp2 甲川（δC 143.7）、四个 sp3 季碳（δC 38.5–51.9 ppm）和五个 sp2 季碳（δC 128.8–220.9 ppm）。1H NMR 谱显示在 δH 3.19–4.39 ppm 区域有五个氧代甲川和亚甲基信号，这是糖部分的特征。基于 H-1' 和 H-3′ 以及 H-5′ 之间的 ROESY 相关性，以及异头质子 H-1'（δH 4.38, d, J = 7.8 Hz）的偶合常数，将糖部分鉴定为 β-葡萄糖。

表 1. 3 –5 的 1H 和 13C NMR 数据（600/150 MHz，甲醇-d4，δ 单位为 ppm）

通过详细分析 COSY 和 HMBC 相关性（图 2）以及与 oligoporin A (1)、B (2) 和 C (7) 的报告数据进行比较，可以推导出一种新的苦味三萜糖苷 (3) 的结构。与 oligoporin C (7) 相比，化合物 3 在 C-3 位置以及葡萄糖部分的结合位置上表现出差异。3 在 C-3 处具有羰基功能（δC = 220.9 ppm），而不是羟基功能。从 C-1' 到 C-11 的 HMBC 偶合表明，葡萄糖单元附着在 C-11 上。从 C-11 到 C-8 – C-13 以及从 C-12 到 C-13、C-17 和 C-18 的 HMBC 相关性也证实了葡萄糖部分在 C-11 上的位置。

图 2

图 2. oligoporin D (3) 的关键 HMBC（普通箭头）、ROESY（虚线箭头）和 COSY（粗体）相关性。

基于在 H-5 和 H-28、H-11 和 H-17/H-30 以及 H-17 和 H-21/H-30 之间观察到的 ROESY 相关性，确定了 3 的相对构型。此外，H-24 和 H-27 观察到 ROESY 相关性，因此 C-24 的几何形状被确定为 Z。因此，3 的结构被确定为一种新的三萜糖苷，并命名为 oligoporin D (3)。

在我们的初步“舌头测定”中，与化合物 1 -3 相比，苦味较小的化合物 4 作为淡黄色固体分离。根据 HRESIMS 数据（负模式），其分子式推导为 C37H56O9 (m /z 643.3869 [M – H]−，计算值 C37H55O9– 643.3852；图 S17)。详细的 1D 和 2D NMR 分析表明，化合物 4 与 oligoporin B (2) 的区别仅在于包含一个附着在 C-24 位置（δC 150.8）的额外的末端亚甲基（δH 4.88 和 δH 4.91 ppm），这通过从 C-31 到 C-23 – C-26 的 HMBC 相关性证实。基于 H-5 和 H-28、H-12 和 H-17/H-30、H18 以及 H-19 之间，以及 H-1' 和 H-3′/H-5′ 之间的 ROESY 相关性，确定了相对构象，并且与 oligoporin A (1) 和 B (2) 的相对立体化学一致（表 1，图 S18–S23）。因此，化合物 4 的结构被指定为一种新的三萜糖苷，并因此命名为 oligoporin E (4)。

尝起来略带苦味的化合物 5 作为无色固体获得。基于分子离子在 m /z 645.3634 处的负 HRESIMS 数据（[M – H]−，计算值 C36H53O10–，645.3644，图 S24），其分子式被确定为 C36H56O9。5 的 NMR 光谱数据与先前从 Oligoporus tephroleucus 分离出的 oligoporin C (7) 的报告 NMR 光谱数据不同，不同之处在于用酮基（δC 217.0 ppm）取代了 C-3 处（δC 75.5 ppm）的羟基。因此，5 的结构被认为是一种新的三萜糖苷，并将其命名为 oligoporin F (5)（表 1，图 S25–S30）。

3.2. 蘑菇中鉴定出的苦味物质对 TAS2R 的筛选

为了确定负责分离出的物质的苦味的人苦味味觉受体，我们筛选了在 HEK 293T-Gα16gust44 细胞中表达的 26 个人 TAS2R。对于筛选，我们使用了可用的化合物 1 –6 在两种浓度下，3 和 30 μM。oligoporin D (3) 筛选的一个示例性结果显示在图 3 中。我们观察到受体转染细胞的激活对于 TAS2R1、TAS2R4、TAS2R14、TAS2R46 以及较弱的 TAS2R41。对于其他化合物 2 –5，获得了更受限制的反应模式。四个受体，TAS2R1、-R4、-R14 和 -R46 被 oligoporin E (4) 激活。吲哚生物碱 infractocopicrin (6) 仅激活一个受体，TAS2R14。Oligoporin A (1) 刺激 TAS2R1、-R14 和 – R46 转染细胞。Oligoporin B (2) 还激活了三个但不同的 TAS2R，即 TAS2R1、-R4 和 – R14。相反，Oligoporin F (5) 导致 TAS2R4、-R14 和 – R46 的反应。因此，尽管结构上有一些相似之处，但所有测试的苦味化合物都激活了独特的苦味味觉受体谱。

图 3

图 3. oligoporin D (3) 对 26 个人 TAS2R 的筛选。将 26 个人 TAS2R 短暂转染到 HEK 293T-Gα16gust44 细胞中，并在 FLIPRTETRA 中进行功能分析。每个 TAS2R 单独转染到两个（标记为 (a) 和 (b)）96 孔板的 6 个相邻孔中（用受体编号标记的矩形框）。前 2 个孔接受终浓度为 30 μM 的 oligoporin D (3)，接下来的 2 个孔接受 3 μM，最后的复制孔仅施加 C1 缓冲液作为阴性对照。受体反应用星号突出显示。使用模拟转染细胞（neg）上的 oligoporin D (3) 进行进一步的阴性对照，使用与 aristolochic acid 和 strychnine 分别挑战的 TAS2R14-、TAS2R10- 和 TAS2R46 转染细胞进行阳性对照（pos）。作为活力控制，每个孔接受第二次激动剂施用，终浓度为 100 nM somatostatin 14，从而触发内源性表达的受体。

3.3. 蘑菇苦味物质的 TAS2R 激活特性的进一步表征

为了确定关于蘑菇苦味化合物的效力和功效的信息，我们监测了它们与已鉴定出的 TAS2R 的剂量-反应关系（图 4）。最广泛作用的物质 oligoporin D (3) 也表现出最高的效力，并且由于信号饱和，允许确定与表达 TAS2R46 的细胞结合的 EC50 浓度为 1.50 ± 0.22 μM。对于所有其他物质-受体对，确定的阈值浓度总结在表 2中。

图 4

图 4. 蘑菇苦味化合物与已鉴定出的 TAS2R 的剂量-反应关系。将从蘑菇中分离出的六种化合物以及有反应的 TAS2R 用于监测剂量-反应关系。在 HEK 293T-Gα16gust44 细胞中表达后，将 96 孔板放置在荧光成像板读取器中，并自动施加增加浓度的蘑菇苦味化合物 infractopicrin (6)、oligoporin D (3)、oligoporin A (1)、oligoporin B (2)、oligoporin E (4) 和 oligoporin F (5)。监测得到的荧光变化，并用于计算剂量-反应曲线（y 轴，荧光的相对变化 (Δ F /F)；x 轴，以 μM 为单位的对数尺度激动剂浓度）。每个图中的图例标识颜色编码的受体反应。星号标记阈值浓度，定义为导致高于空载体对照的统计显著反应的最低浓度。请注意，未包括一些导致受体独立信号的化合物浓度，并且图中仅描绘了无伪影的浓度。

表 2. 激活剂 1–6 的阈值浓度

3.4. Oligoporin D (3) 进入 TAS2R46 结合位点的假定结合模式

发现 Oligoporin D (3) 在浓度为 100 nM 时就已经激活了 TAS2R46。为了研究可能的结合模式，我们运行了分子对接模拟。在所有采样的对接姿势 (82) 中，配体在口袋中呈现相似的方向（参见图 S31–S33）。核心类固醇结构在所有姿势中完美对齐，将 β-葡萄糖部分和羧酸盐指向 TM2 和 -3 之间以及 TM4 和 -5 之间的两个亚口袋（图 S33）。得分最高的对接姿势（对接得分：−5370 kcal/mol）被进一步精修，以优化配体-受体相互作用（图 5）。我们发现配体的核心结构位于跨膜 3 (TM3) 的保守 W88 周围的 TAS2R46 结合位点的中心，并由 TM1 和 TM7 中的疏水残基 W66 和 F261 塑造。葡萄糖部分的羟基与 Y85 (TM3)、K156 (TM4) 和 N176 (TM5) 形成氢键，其侧链的羧基定向到 R81 (TM3)。连接到类固醇结构 A 环上的羰基与残基 N184 相互作用。

图 5

图 5. 配体-受体相互作用。oligoporin D (3) 的精修对接姿势呈现为橙色粗管。TAS2R46 缎带呈现为浅灰色卡通，周围环绕着按残基电荷着色的结合位点表面。结合位点的残基以绿松石色细管形式显示，或者在与配体相互作用时用灰色元素突出显示。氢键表示为品红色虚线。

4. 讨论

本文描述了从多孔菌真菌 Amaropostia stiptica 中分离和结构阐明已知的 (1 –2) 和新的三萜糖苷 (3 –5)，以及首次使用从蘑菇中分离出的苦味化合物进行功能性苦味味觉受体筛选，蘑菇先前是一种相当被忽视的苦味物质来源。

三萜糖苷 oligoporin A (1) 和 B (2) 先前由 Lee 及其同事从 Oligoporus tephroleucus 中分离出来。作为 Amaropostia stiptica （同义词 Oligoporus stipticus）的近亲，基于系统发育和分类学研究，O. tephroleucus 现在被插入到 Postia 属中。我们的研究表明，oligoporins A (1) 和 B (2) 是苦味化合物。令人惊讶的是，Lee 等人 没有给出关于化合物 1 和 2 的苦味的任何指示。值得注意的是，Jülich 根据果肉的味道区分了 thephroleuca 复合体中的两个物种：无苦味的物种被命名为 Postia tephroleuca，而苦味的物种被命名为 P. lactea。因此，可以